Uniwersytet Jagielloński w Krakowie - Punkt LogowaniaNie jesteś zalogowany | zaloguj się
katalog przedmiotów - pomoc

Metody laboratoryjne w badaniach genetycznych I

Informacje ogólne

Kod przedmiotu: WBNZ-935 Kod Erasmus / ISCED: (brak danych) / (0511) Biologia
Nazwa przedmiotu: Metody laboratoryjne w badaniach genetycznych I
Jednostka: Wydział Biologii
Grupy: Biologia: przedmioty dla programu WBNZ-n011-0-ZD-6
Przedmioty obowiązkowe dla II roku biologii (studia I stopnia)
Punkty ECTS i inne: 4.00
Język prowadzenia: polski

Zajęcia w cyklu "Semestr letni 2019/2020" (w trakcie)

Okres: 2020-02-24 - 2020-06-14
Wybrany podział planu:


powiększ
zobacz plan zajęć
Typ zajęć: Ćwiczenia, 52 godzin, 24 miejsc więcej informacji
Kształcenie na odległość więcej informacji
Pracownia komputerowa, 8 godzin, 24 miejsc więcej informacji
Koordynatorzy: Anna Osyczka
Prowadzący grup: Grzegorz Góralski, Dagmara Kwolek, Monika Opałek, Anna Osyczka, Barbara Pawełek
Lista studentów: (nie masz dostępu)
Zaliczenie: Przedmiot - Zaliczenie na ocenę
Ocena wliczana do średniej:

tak

Efekty kształcenia:

- wiedza: student zna zasady pracy w laboratorium, w tym zasady BHP i ergonomii pracy (K_W22). Zna techniki wykorzystywane do analizy DNA. Zna mechanizmy związane z replikacją (K_W01). Rozumie i potrafi praktycznie zastosować techniki molekularne stosowane w badaniach DNA: izolacja, ilościowa i jakościowa ocena zawartości DNA w próbce, elektroforeza, łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR), rekombinacja plazmidów (K_W16). Rozumie zasady mutagenezy ukierunkowanej. Zna wybrane techniki związane z klonowaniem i transformacją genetyczną modelowych mikroorganizmów. Zna i potrafi wybrać odpowiednie dla eksperymentu wektory wirusowe. Rozróżnia transfekcje od transdukcji komórek. Zna metody otrzymywania cząstek infekcyjnych, sposoby ich izolacji i analizy jakościowej i ilościowej oraz podstawowe metody transfekcji komórek (K_W05). Zna zasady postępowania laboratoryjnego z zastosowaniem adeno-, retro- i lentiwirusów (K_W22). Wie, jak analizować jakościowo i ilościowo hodowle komórkowe ekspresjonujące białka fuzyjne (tj. znakowane białkiem GFP, jego pochodnymi lub etykietą (K_W07). Potrafi dobrać odpowiednią technikę mikroskopową do zobrazowania lokalizacji i przemieszczania się białek fuzyjnych pomiędzy przedziałami komórkowymi (K_W17). Zna metody obróbki materiału biologicznego koniecznej do takich obserwacji (K_W02, K_W20).

- umiejętności: izoluje DNA z komórek i tkanek oraz przeprowadza elektroforezę DNA. Zna zasady sekwencjonowania DNA i analizuje jego wyniki (K_U06). Prowadzi mutagenezę ukierunkowaną w oparciu o posiadany wektor ze sklonowanym genem, klonuje molekularne oraz izoluje plazmidy (K_U01). Sprawnie korzysta z internetowych baz danych sekwencji DNA (K_U04), konstruuje i interpretuje drzewo filogenetyczne za pomocą podstawowych metod, korzystając z gotowych sekwencji uzyskanych z internetowej bazy danych (K_U09). Umiejętnie korzysta z mikroskopii fluorescencyjnej, podstawowych narzędzi analizy obrazu oraz technik pomiarowych dla dużych populacji komórkowych (K_U01). Selekcjonuje i wykorzystuje informacje z literatury, profesjonalnych baz danych (PubMed, GeneBank itp.) i innych źródeł internetowych lub masowych mediów dotyczących genetyki molekularnej.

- kompetencje społeczne: konstruuje wspólnie z innymi studentami schemat realizacji projektu badawczego (K_K02, K_K03); dba o aparaturę (K_K06); Student analizuje i krytycznie ocenia wyniki eksperymentu (tj. podaje jego mocne i słabe strony, proponuje alternatywne metody rozwiązania problemu badawczego) (K_K05). Widzi potrzebę stałego aktualizowania wiedzy kierunkowej (K_K08).


Forma i warunki zaliczenia:

Ocena końcowa z ćwiczeń jest średnią ważoną ocen uzyskanych z poszczególnych cykli ćwiczeń (waga każdej cząstkowej oceny zależy od ilości zajęć i materiału wchodzących w dany cykl). Poszczególne cykle ćwiczeń zaliczane są w różnej formie, w zależności od ich charakteru, i mogą obejmować rozwiązywanie zadań, opracowanie protokołów, przedstawienie sprawozdań, prezentację i/lub kolokwium. Studenci mają również możliwość zdobywania dodatkowych punktów za aktywność na zajęciach (np. stawianie pytań, rozwiązywanie zagadnień, aktywizowanie innych uczestników do dyskusji itp.) uwzględnianych następnie w ocenie cząstkowej z danego cyklu ćwiczeń. Prowadzący podają studentom formę i terminy zaliczenia danego cyklu ćwiczeń na początku swoich bloków ćwiczeniowych. Warunki zaliczenia: obecność na zajęciach i terminowe wywiązywanie się z zadań.

Metody sprawdzania i kryteria oceny efektów kształcenia uzyskanych przez studentów:

Jak podano powyżej, różne formy sprawdzania wiedzy dotyczącej badań genetycznych, jak rozwiązywanie zadań, opracowanie protokołów, przedstawienie sprawozdań, prezentacja i/lub kolokwium, a dodatkowo - aktywność na zajęciach (tj. stawianie pytań, rozwiązywanie zagadnień, aktywizowanie innych uczestników do dyskusji itp.).

Metody dydaktyczne - słownik:

E-learning
Metody eksponujące - film
Metody eksponujące - pokaz połączony z przeżyciem
Metody podające - objaśnienie lub wyjaśnienie
Metody podające - odczyt
Metody podające - prelekcja
Metody podające - prezentacja multimedialna
Metody podające - wykład informacyjny
Metody praktyczne - ćwiczenia laboratoryjne
Metody praktyczne - ćwiczenia przedmiotowe
Metody praktyczne - pokaz
Metody praktyczne - seminarium
Metody problemowe - klasyczna metoda problemowa
Metody problemowe - metody aktywizujące - dyskusja dydaktyczna
Metody problemowe - metody aktywizujące - gry dydaktyczne (symulacyjne, decyzyjne, psychologiczne)
Metody problemowe - metody aktywizujące - metoda przypadków
Metody problemowe - metody aktywizujące - metoda sytuacyjna
Metody problemowe - metody aktywizujące - seminarium
Metody problemowe - wykład konwersatoryjny
Metody problemowe - wykład problemowy
Metody programowane - z użyciem komputera

Metody dydaktyczne:

Jak zaznaczono powyżej - wykorzystane będą różnorakie metody dydaktyczne. Tematyka kursu obejmuje:

1. Omówienie zasad pracy w laboratorium zajmującym się analizą DNA. 2. Metody izolacji DNA. 3. Elektroforeza i spektrofotometria DNA.4. PCR i markery molekularne. 5. Klonowanie DNA (1) – ligacja produktu PCR z wektorem 6. Klonowanie DNA (2) – transformacja bakterii plazmidowym DNA. 7. Klonowanie DNA (3) – analiza efektów transformacji, PCR kolonijny, zakładanie kultury bakterii. 8. Klonowanie molekularne (4) – izolacja, trawienie restrykcyjne i elektroforeza DNA plazmidu. 9. Analiza profili DNA. 10. Praca z sekwencjami DNA (GenBank, przygotowanie i analiza plików, składanie sekwencji, tworzenie drzew filogenetycznych). 11. Przygotowanie hodowli komórek do transfekcji. 12. Przygotowanie kompleksów transfekcyjnych. 13. Transfekcja prosta i odwrócona. 14. Analiza wydajności transfekcji (metody mikroskopowe). 15. Omówienie rodzajów i efektów transdukcji wirusowej (wektory retro- adeno- i lentiwirusowe) - metody problemowe, 16. Cykl komórkowy na przykładzie pączkujących drożdży, ze szczególnym naciskiem na ploidalność komórek w poszczególnych etapach mitozy (metodami cytometrii przepływowej),


Bilans punktów ECTS:

Udział w ćwiczeniach laboratoryjnych: 52 godz.

Udział w zajęciach w pracowni komputerowej: 8 godz.

Przygotowanie się do ćwiczeń: 15 godz.

Przygotowanie raportu z ćwiczeń: 15 godz.

Suma: 90 godz.


Grupa treści kształcenia:

Grupa treści kierunkowych

Sylabus przedmiotu dla studentów rozpoczynających studia od roku akademickiego 19/20:

biologia

Pełny opis:

Zapoznanie z podstawowymi metodami laboratoryjnymi stosowanymi w genetyce molekularnej i problemami badawczymi rozwiązywanymi przy ich pomocy. Nabycie praktycznych umiejętności w określonych analizach genetycznych, ich planowaniu, ocenianiu ich wyników i wyciąganiu w oparciu o nie wniosków, poszerzenie już posiadanej wiedzy z zakresu genetyki molekularnej, inżynierii genetycznej i biotechnologii (studenci kursu zapoznają się w semestrze poprzedzającym kurs WBNZ-935 z podstawami genetyki na kursie podstawowym i mają obowiązek go zaliczyć przed przystąpieniem do kursu WBNZ-935). Nabycie praktycznych umiejętności dotyczących analizy DNA, izolacji metodą CTAB na kolumnach ze złożem krzemionkowym, elektroforezy i spektrofotometrii zakończonych interpretacją wyników.

Wykorzystanie mutagenezy kierunkowej poprzez ligację produktu PCR z wektorem, transformację bakterii plazmidowym DNA w oparciu o kultury in vitro i analizę efektów transformacji i izolacji plazmidów.

Analizy profili DNA (RAPD), wyszukiwanie i porównywanie sekwencji DNA i RNA w GenBank, składanie sekwencji, projektowanie starterów do reakcji PCR, konstruowanie prostych drzew filogenetycznych, fenotypowe i molekularne wykrywanie mutacji punktowych, zaplanowane usuwanie i wymiana genów chromosomowych, inżynieria plazmidów bakteryjno-drożdżowych, wykrywanie interakcji białek in vivo metodą dwuhybrydową.

Metody transfekcji komórek handlowo dostępnymi zestawami, metody analizy ekspresji transgenu w mikroskopie fluorescencyjnym i kontrastowo-fazowym. Metody analizy cyklu komórkowego u drożdży, ze szczególnym naciskiem na ploidalność komórek w poszczególnych etapach mitozy z zastosowaniem cytometrii przepływowej.

Literatura:

Literatura podstawowa:

1. T. A. Brown, Genomy, PWN, 2012

2. Genetyka molekularna, redaktor P. Węgleński, PWN, 2012

3. J. Buchowicz, Biotechnologia molekularna, PWN, 2009

4. Phil C. Turner, Alexander G. McLennan, Andy D. Bates, Mike R.H. White. 2013. Biologia molekularna. Krótkie wykłady. PWN

5. Barry G. Hall. 2009. Łatwe drzewa filogenetyczne

Inne materiały dydaktyczne oraz wybrane pozycje literaturowe (również w j. angielskim) będą dostępne w internecie lub udostępniane na bieżąco przez prowadzących m. in. na platformie Pegaz lub poprzez USOS mail.

6. Protokoły postępowania dotyczące handlowo dostępnych odczynników i zestawów w języku polskim i angielskim

Uwagi:

Kurs obowiązkowy dla II-go roku kierunku biologia; ścieżka molekularna.

Laboratoryjne ćwiczenia w grupach oraz zajęcia w pracowni komputerowej, konwersatoria i zajęcia zdalne (tzw. „case studies” - rozwiązywanie konkretnych problemów badawczych w oparciu o podane narzędzia badawcze).

Opisy przedmiotów w USOS i USOSweb są chronione prawem autorskim.
Właścicielem praw autorskich jest Uniwersytet Jagielloński w Krakowie.