Uniwersytet Jagielloński w Krakowie - Punkt LogowaniaNie jesteś zalogowany | zaloguj się
katalog przedmiotów - pomoc

Metody laboratoryjne w badaniach genetycznych II

Informacje ogólne

Kod przedmiotu: WBNZ-983 Kod Erasmus / ISCED: (brak danych) / (0511) Biologia
Nazwa przedmiotu: Metody laboratoryjne w badaniach genetycznych II
Jednostka: Wydział Biologii
Grupy: Biologia: przedmioty dla programu WBNZ-n011-0-ZD-6
Przedmioty obowiązkowe dla III roku biologii (studia I stopnia)
Punkty ECTS i inne: 4.00
Język prowadzenia: polski

Zajęcia w cyklu "Semestr zimowy 2018/2019" (zakończony)

Okres: 2018-10-01 - 2019-01-27
Wybrany podział planu:


powiększ
zobacz plan zajęć
Typ zajęć: Ćwiczenia, 56 godzin więcej informacji
Pracownia komputerowa, 4 godzin więcej informacji
Koordynatorzy: Dominika Włoch-Salamon
Prowadzący grup: Paweł Grzmil, Dominika Włoch-Salamon
Lista studentów: (nie masz dostępu)
Zaliczenie: Zaliczenie na ocenę
Ocena wliczana do średniej:

tak

Efekty kształcenia:

- wiedza: student zna zasady pracy w laboratorium, w tym zasady BHP i ergonomii pracy (K_W22). Zna techniki wykorzystywane do analizy RNA. Zna mechanizmy związane z replikacją i transkrypcją (K_W01, K_W07). Rozumie i potrafi praktycznie zastosować techniki molekularne stosowane w badaniach RNA: izolacja, ilościowa i jakościowa ocena zawartości kwasów nukleinowych w próbce, elektroforeza, łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR), rekombinacja plazmidów, odwrotna transkrypcja. Zna sposoby jakościowych i ilościowych metod badania ekspresji genów (K_W16). Rozumie zasady mutagenezy ukierunkowanej. Zna wybrane techniki związane z klonowaniem i transformacją genetyczną modelowych mikroorganizmów.

Wie, jak analizować jakościowo i ilościowo mikroorganizmy ekspresjonujące białka fuzyjne (tj. znakowane białkiem GFP, jego pochodnymi lub etykietą, otrzymane metodami inżynierii genetycznej) (K_W07).

- umiejętności: student izoluje DNA i RNA z komórek i tkanek oraz przeprowadza elektroforezę DNA. Zna zasady sekwencjonowania DNA i analizuje ich wyniki (K_U06). Syntetyzuje cDNA, planuje startery, wykonuje reakcję PCR i RT-PCR oraz interpretuje otrzymane wyniki. Określa w sposób jakościowy i ilościowy poziom ekspresji genów w wybranych komórkach, planuje i przeprowadza mutagenezę ukierunkowaną w oparciu o posiadany wektor ze sklonowanym genem, klonuje molekularne oraz izoluje plazmidy (K_U01). Sprawnie korzysta z internetowych baz danych sekwencji DNA i RNA (K_U04)

- kompetencje społeczne: konstruuje wspólnie z innymi studentami schemat realizacji projektu badawczego (K_K02, K_K03); dba o aparaturę (K_K06); Student analizuje i krytycznie ocenia wyniki eksperymentu (tj. podaje jego mocne i słabe strony, proponuje alternatywne metody rozwiązania problemu badawczego) (K_K05). Widzi potrzebę stałego aktualizowania wiedzy kierunkowej (K_K08).


Wymagania wstępne:

.

Forma i warunki zaliczenia:

Ocena końcowa z ćwiczeń jest sumą z liczby punktów uzyskanych z teoretycznych i praktycznych testów cząstkowych. Studenci mają możliwość zdobycia maksymalnie 2 punktów z wiadomości z każdych zajęć Prowadzący podają terminy testów studentom na początku swoich bloków ćwiczeniowych. Pod uwagę może być brane aktywne uczestnictwo w zajęciach (stawianie pytań, rozwiązywanie zagadnień, aktywizowanie innych uczestników do dyskusji itp.) Do zaliczenia kursu wymagane jest minimum 51% punktów. Warunek konieczny: obecność na zajęciach.

Metody sprawdzania i kryteria oceny efektów kształcenia uzyskanych przez studentów:

Punktowane kolokwia cząstkowe oraz testy umiejętności praktycznych z grup tematycznych (wymagana ocena pozytywna ze wszystkich kolokwiów) oraz zaliczenie wykonanego zadania z zajęć komputerowych.

Metody dydaktyczne:

Metody podające – skrypty do ćwiczeń lub zagadnień przygotowane przez prowadzącego.

Metody praktyczne - ćwiczenia laboratoryjne.

1. Pobieranie i przechowywanie materiału do późniejszej izolacji DNA, RNA i białek; 2. Izolacja RNA z komórek; 3. Izolacja RNA z tkanek; 4. Odwrotna transkrypcja; 5. Porównanie ekspresji wybranych genów w tkankach mutantów i osobników kontrolnych; 6. Usuwanie i wymiana (knock-out) genów chromosomowych u drożdży; 7. Inżynieria plazmidów bakteryjno-drożdżowych metodą rekombinacji homologicznej; 8. Tempo spontanicznej utraty chromosomów w diploidalnych komórkach drożdży; 9. Systematyczne kolekcje mutantów w genomice funkcjonalnej; 10. Wykrywanie produktów konstruktów transgenicznych; 11. Mutageneza genów drożdżowych;

Metody problemowe – metody aktywizujące, dyskusja dydaktyczna, omawianie zagadnień problemowych (problem-based studies).


Bilans punktów ECTS:

Udział w ćwiczeniach laboratoryjnych: 56 godz.

Udział w zajęciach w pracowni komputerowej: 4 godz.

Przygotowanie się do ćwiczeń: 15 godz.

Przygotowanie raportu z ćwiczeń: 15 godz.

Suma: 90 godz.


Grupa treści kształcenia:

Grupa treści kierunkowych

Pełny opis:

Zapoznanie z podstawowymi metodami laboratoryjnymi stosowanymi w genetyce molekularnej i problemami badawczymi rozwiązywanymi przy ich pomocy. Nabycie praktycznych umiejętności w określonych analizach genetycznych, poszerzenie już posiadanej wiedzy z zakresu genetyki molekularnej, inżynierii genetycznej i biotechnologii. Analizy DNA, izolacja metodą CTAB na kolumnach ze złożem krzemionkowym, elektroforeza i spektrofotometrię zakończoną interpretacją wyników. Analiza RNA, jego czystości i produkcja cDNA (reakcja odwrotnej transkrypcji), ilościowa analiza ekspresji genów w oparciu o PCR w czasie rzeczywistym (qRT-PCR) i porównanie ekspresji wybranych genów w tkankach zmutowanych i prawidłowych.

Wykorzystanie mutagenezy kierunkowej poprzez ligację produktu PCR z wektorem, transformację bakterii plazmidowym DNA w oparciu o kultury in vitro, i analiza efektów transformacji i izolacji plazmidów.

Analizy profili DNA (RAPD), wyszukiwanie i porównywanie sekwencji DNA i RNA w GenBank, składanie sekwencji, projektowanie starterów do reakcji PCR, fenotypowe i molekularne wykrywanie mutacji punktowych, zaplanowane usuwanie i wymiana genów chromosomowych, inżynieria plazmidów bakteryjno-drożdżowych.

Literatura:

Literatura podstawowa:

1. T. A. Brown, Genomy, PWN, 2012

2. Genetyka molekularna, redaktor P. Węgleński, PWN, 2012

3. J. Buchowicz, Biotechnologia molekularna, PWN, 2009

4. Phil C. Turner, Alexander G. McLennan, Andy D. Bates, Mike R.H. White. 2013. Biologia molekularna. Krótkie wykłady. PWN

5. Barry G. Hall. 2009. Łatwe drzewa filogenetyczne

Materiały dydaktyczne oraz wybrane pozycje literaturowe udostępniane przez prowadzących na platformie Pegaz.

Uwagi:

Kurs obowiązkowy dla kierunku biologia: ścieżka molekularna - III rok.

Laboratoryjne ćwiczenia w grupach oraz zajęcia w pracowni komputerowej, konwersatoria.

Zajęcia w cyklu "Semestr zimowy 2019/2020" (jeszcze nie rozpoczęty)

Okres: 2019-10-01 - 2020-01-28
Wybrany podział planu:


powiększ
zobacz plan zajęć
Typ zajęć: Ćwiczenia, 56 godzin więcej informacji
Pracownia komputerowa, 4 godzin więcej informacji
Koordynatorzy: Dominika Włoch-Salamon
Prowadzący grup: Paweł Grzmil, Dominika Włoch-Salamon
Lista studentów: (nie masz dostępu)
Zaliczenie: Zaliczenie na ocenę
Ocena wliczana do średniej:

tak

Efekty kształcenia:

- wiedza: student zna zasady pracy w laboratorium, w tym zasady BHP i ergonomii pracy (K_W22). Zna techniki wykorzystywane do analizy RNA. Zna mechanizmy związane z replikacją i transkrypcją (K_W01, K_W07). Rozumie i potrafi praktycznie zastosować techniki molekularne stosowane w badaniach RNA: izolacja, ilościowa i jakościowa ocena zawartości kwasów nukleinowych w próbce, elektroforeza, łańcuchowa reakcja polimerazy (PCR), rekombinacja plazmidów, odwrotna transkrypcja. Zna sposoby jakościowych i ilościowych metod badania ekspresji genów (K_W16). Rozumie zasady mutagenezy ukierunkowanej. Zna wybrane techniki związane z klonowaniem i transformacją genetyczną modelowych mikroorganizmów.

Wie, jak analizować jakościowo i ilościowo mikroorganizmy ekspresjonujące białka fuzyjne (tj. znakowane białkiem GFP, jego pochodnymi lub etykietą, otrzymane metodami inżynierii genetycznej) (K_W07).

- umiejętności: student izoluje DNA i RNA z komórek i tkanek oraz przeprowadza elektroforezę DNA. Zna zasady sekwencjonowania DNA i analizuje ich wyniki (K_U06). Syntetyzuje cDNA, planuje startery, wykonuje reakcję PCR i RT-PCR oraz interpretuje otrzymane wyniki. Określa w sposób jakościowy i ilościowy poziom ekspresji genów w wybranych komórkach, planuje i przeprowadza mutagenezę ukierunkowaną w oparciu o posiadany wektor ze sklonowanym genem, klonuje molekularne oraz izoluje plazmidy (K_U01). Sprawnie korzysta z internetowych baz danych sekwencji DNA i RNA (K_U04)

- kompetencje społeczne: konstruuje wspólnie z innymi studentami schemat realizacji projektu badawczego (K_K02, K_K03); dba o aparaturę (K_K06); Student analizuje i krytycznie ocenia wyniki eksperymentu (tj. podaje jego mocne i słabe strony, proponuje alternatywne metody rozwiązania problemu badawczego) (K_K05). Widzi potrzebę stałego aktualizowania wiedzy kierunkowej (K_K08).


Wymagania wstępne:

.

Forma i warunki zaliczenia:

Ocena końcowa z ćwiczeń jest sumą z liczby punktów uzyskanych z teoretycznych i praktycznych testów cząstkowych. Studenci mają możliwość zdobycia maksymalnie 2 punktów z wiadomości z każdych zajęć Prowadzący podają terminy testów studentom na początku swoich bloków ćwiczeniowych. Pod uwagę może być brane aktywne uczestnictwo w zajęciach (stawianie pytań, rozwiązywanie zagadnień, aktywizowanie innych uczestników do dyskusji itp.) Do zaliczenia kursu wymagane jest minimum 51% punktów. Warunek konieczny: obecność na zajęciach.

Metody sprawdzania i kryteria oceny efektów kształcenia uzyskanych przez studentów:

Punktowane kolokwia cząstkowe oraz testy umiejętności praktycznych z grup tematycznych (wymagana ocena pozytywna ze wszystkich kolokwiów) oraz zaliczenie wykonanego zadania z zajęć komputerowych.

Metody dydaktyczne:

Metody podające – skrypty do ćwiczeń lub zagadnień przygotowane przez prowadzącego.

Metody praktyczne - ćwiczenia laboratoryjne.

1. Pobieranie i przechowywanie materiału do późniejszej izolacji DNA, RNA i białek; 2. Izolacja RNA z komórek; 3. Izolacja RNA z tkanek; 4. Odwrotna transkrypcja; 5. Porównanie ekspresji wybranych genów w tkankach mutantów i osobników kontrolnych; 6. Usuwanie i wymiana (knock-out) genów chromosomowych u drożdży; 7. Inżynieria plazmidów bakteryjno-drożdżowych metodą rekombinacji homologicznej; 8. Tempo spontanicznej utraty chromosomów w diploidalnych komórkach drożdży; 9. Systematyczne kolekcje mutantów w genomice funkcjonalnej; 10. Wykrywanie produktów konstruktów transgenicznych; 11. Mutageneza genów drożdżowych;

Metody problemowe – metody aktywizujące, dyskusja dydaktyczna, omawianie zagadnień problemowych (problem-based studies).


Bilans punktów ECTS:

Udział w ćwiczeniach laboratoryjnych: 56 godz.

Udział w zajęciach w pracowni komputerowej: 4 godz.

Przygotowanie się do ćwiczeń: 15 godz.

Przygotowanie raportu z ćwiczeń: 15 godz.

Suma: 90 godz.


Grupa treści kształcenia:

Grupa treści kierunkowych

Pełny opis:

Zapoznanie z podstawowymi metodami laboratoryjnymi stosowanymi w genetyce molekularnej i problemami badawczymi rozwiązywanymi przy ich pomocy. Nabycie praktycznych umiejętności w określonych analizach genetycznych, poszerzenie już posiadanej wiedzy z zakresu genetyki molekularnej, inżynierii genetycznej i biotechnologii. Analizy DNA, izolacja metodą CTAB na kolumnach ze złożem krzemionkowym, elektroforeza i spektrofotometrię zakończoną interpretacją wyników. Analiza RNA, jego czystości i produkcja cDNA (reakcja odwrotnej transkrypcji), ilościowa analiza ekspresji genów w oparciu o PCR w czasie rzeczywistym (qRT-PCR) i porównanie ekspresji wybranych genów w tkankach zmutowanych i prawidłowych.

Wykorzystanie mutagenezy kierunkowej poprzez ligację produktu PCR z wektorem, transformację bakterii plazmidowym DNA w oparciu o kultury in vitro, i analiza efektów transformacji i izolacji plazmidów.

Analizy profili DNA (RAPD), wyszukiwanie i porównywanie sekwencji DNA i RNA w GenBank, składanie sekwencji, projektowanie starterów do reakcji PCR, fenotypowe i molekularne wykrywanie mutacji punktowych, zaplanowane usuwanie i wymiana genów chromosomowych, inżynieria plazmidów bakteryjno-drożdżowych.

Literatura:

Literatura podstawowa:

1. T. A. Brown, Genomy, PWN, 2012

2. Genetyka molekularna, redaktor P. Węgleński, PWN, 2012

3. J. Buchowicz, Biotechnologia molekularna, PWN, 2009

4. Phil C. Turner, Alexander G. McLennan, Andy D. Bates, Mike R.H. White. 2013. Biologia molekularna. Krótkie wykłady. PWN

5. Barry G. Hall. 2009. Łatwe drzewa filogenetyczne

Materiały dydaktyczne oraz wybrane pozycje literaturowe udostępniane przez prowadzących na platformie Pegaz.

Uwagi:

Kurs obowiązkowy dla kierunku biologia: ścieżka molekularna - III rok.

Laboratoryjne ćwiczenia w grupach oraz zajęcia w pracowni komputerowej, konwersatoria.

Opisy przedmiotów w USOS i USOSweb są chronione prawem autorskim.
Właścicielem praw autorskich jest Uniwersytet Jagielloński w Krakowie.